Frataxin loss induces endothelial dysfunction to promote pulmonary hypertension

University Of Pittsburgh At Pittsburgh, Pittsburgh PA

Investigators

Linked publications & trials

Abstract

Project Summary  Background:  Pulmonary  hypertension  (PH)  is  a  deadly  disease  of  the  lung  vasculature  with  a  complex  pathophysiology  that  remains  largely  undefined.  My  mentor?s  laboratory  established  the  microRNA-­130/301  family as a mediator of PH development and defined a separate mechanism by which iron-­sulfur (Fe-­S) cluster  deficiency promotes PH. Fe-­S clusters are bioinorganic cofactors essential to mitochondrial and cellular function.  Frataxin (FXN) is a mitochondrial protein crucial to Fe-­S biogenesis. Loss of FXN due to a trinucleotide repeat  mutation causes Friedreich?s ataxia (FRDA), a disease characterized by neurologic dysfunction and hypertrophic  cardiomyopathy.  Hypertrophic  cardiomyopathy  is  often  accompanied  by  PH,  thought  to  be  the  result  of  left  ventricular stiffening rather than direct dysfunction of the pulmonary vessels. However, I have found that hypoxia,  a  key  trigger  of  PH,  down-­regulated  FXN  expression  in  pulmonary  arterial  endothelial  cells.  FXN  was  also  decreased  in  the  pulmonary  vasculature  of  mice  and  humans  with  PH.  Consequently,  such  FXN  deficiency  altered endothelial mitochondrial, vasomotor, apoptotic indices, thus leading to preliminary data regarding the  alteration of PH in vivo. Taken together, there may be a direct role for FXN in PH. Hypothesis: FXN deficiency,  induced by hypoxia or genetic mutation, disrupts endothelial metabolism and function to promote PH.   Specific Aims: 1) Determine whether hypoxic down-­regulation of FXN is controlled by miR-­130b. I have  found that the FXN transcript contains a possible binding site for the PH-­relevant miR-­130b. By gain-­ and loss-­ of-­function methods in pulmonary arterial endothelial cells, I will determine whether hypoxia-­induced miR-­130b  decreases FXN expression, thus defining a causative relationship among miR-­130b, FXN, and Fe-­S biogenesis.   2) Determine whether FXN loss attenuates mitochondrial respiration and endothelial function. In primary  endothelial cells and inducible pluripotent stem cell-­derived endothelial cells (iPSC-­ECs) from FRDA patients, I  will test the hypothesis that FXN deficiency induces Fe-­S cluster-­dependent mitochondrial dysfunction, resulting  in endothelial phenotypic changes (e.g., apoptosis, proliferation). If successful, findings could establish a key link  between hypoxia-­ or genetically-­driven FXN loss and endothelial dysfunction consistent with PH.  3) Establish whether FXN loss and resulting mitochondrial dysfunction predisposes to PH in vivo. In a  tamoxifen-­dependent endothelial cell FXN knockout mouse model, I will test the hypothesis that FXN deficiency  in the pulmonary endothelium promotes molecular, histologic, and hemodynamic changes consistent with PH. If  successful, these results will validate an integral and direct role for FXN in the development of PH.  Significance: This project is ideally structured to train me as a physician-­scientist and bridge the gap between  basic science and clinical medicine. I aim to contribute to the currently deficient understanding of Fe-­S assembly  proteins in endothelial function. I could also identify FXN as a key pathogenic factor in PH, offering the potential  of diagnosing FRDA patients at risk for PH and defining FXN as a new drug target to benefit all PH patients.